Assessment of the Physiological Status of Yeast During High- and Low-Gravity Wort Fermentations Determined by Flow Cytometry
MBAA TQ vol. 44, no. 4, 2007, pp.
286-295 |
VIEW ARTICLE Paul H. Chlup, Tao Wang, Eung Gwan Lee, and Graham G. Stewart. The
International Centre for Brewing and Distilling (ICBD), Heriot-Watt University,
Riccarton, Edinburgh, EH14 4AS, Scotland.
Abstract
The use of flow cytometry as an analytical control tool during high-gravity
(20°P) and low-gravity (12°P) wort fermentations was investigated. A flow
cytometer is an instrument capable of determining the physiological status of
Saccharomyces cerevisiae cultures in near real time. Flow cytometry uses
technology that simultaneously performs multiparametric analyses of the physical
and chemical characteristics of the yeast based on cell size, relative
granularity, and fluorescence. The differentiation of subpopulations permitted
the classification of viable and depleted cell populations. Flow cytometry and
fluorescent dyes provided a rapid and accurate means to monitor the viability
and vitality of yeast throughout fermentation. The viability method
distinguished between dead, live, and damaged cells. Propidium iodide and
fluorescein diacetate probes were used as markers to determine functioning
cells. The vitality of the cells was determined based on their intracellular pH
using the pH-dependent fluorescent probe carboxy SNARF-4F (SNARF). The SNARF
possesses two inversely related emission signals at two different wavelengths,
which made it possible to calculate the pH from the ratio between the
fluorescence intensities measured at the two wavelengths. Predictors of yeast
performance such as intracellular glycogen and trehalose concentrations, assayed
by flow cytometry, were established. The results indicate that flow cytometry
provides an innovative, rapid, and viable option for brewers to evaluate yeast
cells during fermentation.
Keywords: flow cytometer, glycogen, high-gravity
wort, intracellular pH, trehalose, yeast physiology
Síntesis
Se investigó el uso de la citometría de flujo como una herramienta analítica
de control en las fermentaciones de mosto de alta (20°P) y baja (12°P) gravedad
(extracto original). Un citómetro de flujo es un instrumento capaz de determinar
el estatus fisiológico de cultivos de Saccharomyces cerevisiae en casi
tiempo real. La citometría de flujo utiliza tecnología que simultáneamente
realiza análisis multiparamétricos de las características químicas y físicas de
una levadura basado sobre el tamaño de la célula, la granularidad relativa y su
fluorescencia. La diferenciación de subpoblaciones permite clasificarlos según
sean poblaciones viables o agotadas. La citometría de flujo y colorantes
fluorescentes provee un método rápido y preciso de monitorear la viabilidad y
vitalidad de una levadura a lo largo de una fermentación. La viabilidad hace una
distinción entre células vivas, muertas o dañadas. Sensores de yoduro propidio y
de fluoresceína diacetato fueron usados como marcadores para determinar la
funcionabilidad de las células. La vitalidad de las células se determinó sobre
la base de su pH intracelular utilizando una sonda fluorescente dependiente del
pH, un carboxilo SNARF-4F. El SNARF posee dos señales de emisión con una
relación inversa a dos diferentes longitudes de onda, haciendo posible calcular
el pH según la razón entre las intensidades de fluorescencia medidas a dos
longitudes de onda. Se determinó la concentración de glicógeno intracelular y de
trehalosa mediante la citometría de flujo para pronosticar el desempeño de una
levadura. Los resultados indican que la citometría de flujo es una opción
viable, rápida e innovativa para que los cerveceros puedan evaluar la levadura
durante la fermentación.
Palabras claves: citometría de flujo, fisiología de
levadura, glicógeno, mosto “high gravity,” pH intracelular, trehalosa
